© Copyright by Wydawnictwo Naukowe PWN S.A., Warszawa 2023

Wszystkie prawa zastrzeżone.

Przedruk i reprodukcja w jakiejkolwiek postaci całości bądź części książki bez pisemnej zgody wydawcy są zabronione

Autorzy i Wydawnictwo dołożyli wszelkich starań, aby wybór i dawkowanie leków oraz wybór i metodyka zabiegów terapeutycznych w tym opracowaniu były zgodne z aktualnymi wskazaniami i praktyką kliniczną. Mimo to, ze względu na stan wiedzy, zmiany regulacji prawnych i nieprzerwany napływ nowych wyników badań dotyczących podstawowych i niepożądanych działań leków oraz zabiegów terapeutycznych, Czytelnik musi brać pod uwagę informacje zawarte w ulotce dołączonej do każdego opakowania leku oraz informacje producenta sprzętu lub autorów metod, aby nie przeoczyć ewentualnych zmian we wskazaniach i dawkowaniu leku oraz we wskazaniach i zasadach stosowania zabiegów terapeutycznych. Dotyczy to także specjalnych ostrzeżeń i środków ostrożności. Należy o tym pamiętać, zwłaszcza w przypadku nowych lub rzadko stosowanych substancji oraz nowych lub rzadko stosowanych metod terapeutycznych.

Recenzent: prof. dr hab. n. med. Anna Machalińska

Wydawca: Joanna Szejba

Redaktor prowadzący: Aneta Lupa-Marcinowska

Redaktor merytoryczny: Zespół

Producent: Grzegorz Mosieniak

Redakcja techniczna: Magdalena Preder

Projekt okładki i stron tytułowych: Grzegorz Lipka

Ryciny 2.3a, 2.4, 2.5, 2.6, 5.9 zostały opublikowane dzięki uprzejmości prof. dr hab. med. Aliny Bakunowicz-Łazarczyk z Kliniki Okulistyki Dziecięcej z Ośrodkiem Leczenia Zeza w Białymstoku.

Ryciny 2.2, 2.3b, 2.7, 2.8, 5.3, 5.4, 5.7 a i b, 5.8d, 5.11 a i b, 9.2 a, b i c, 10.1 i 10.2 a i b – zostały opublikowane dzięki uprzejmości prof. dr hab. med. Anny Gotz-Więckowskiej i dr med. Marty Pawlak z Katedry i Kliniki Okulistycznej UM w Poznaniu.

Ryciny 5.5 a, b i c, 5.8 a, b i c, 5.10 a, b i c, 10.2c – zostały opublikowane dzięki uprzejmości dr med. Jadwigi Bernardczyk-Meller – Ośrodek Okulistyki Klinicznej BON MEDIC w Poznaniu.

Ryciny 6.1 a, b i c – zostały opublikowane dzięki uprzejmości Katedry Chorób Oczu i Optometrii UM w Poznaniu.

Ryciny 1.1, 1.2, 1.3, 1.4, 1.5, 2.1, 5.1, 5.2, 5.6, 8.1, 8.2, 9.1, 11.1 – Waldemar Wasyliszyn.

eBook został przygotowany na podstawie wydania papierowego z 2023r. (Wydanie I)

Warszawa 2023

PZWL Wydawnictwo Lekarskie

ISBN 978-83-01-23120-0

https://doi.org/10.53271/2023.058

Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.

02-460 Warszawa, ul. Gottlieba Daimlera 2

tel. 22 695 43 21

Księgarnia wysyłkowa:

tel. 42 680 44 88; infoliniia: 801 33 33 88

www.pwn.pl, e-mail: wysylkowa@pzwl.pl

Skład wersji elektronicznej na zlecenie Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.:
Michał Latusek

Informacje w sprawie współpracy reklamowej: BR.PZWL@pwn.pl

Autorzy

Prof. dr hab. n. med. Maciej Robert Krawczyński

Katedra i Zakład Genetyki Medycznej Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Pracownia Poradnictwa Genetycznego w Chorobach Narządu Wzroku

Dr n. med. Zuzanna Niedziela-Schwartz

Uniwersytecki Szpital Kliniczny Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu

Oddział Kliniczny Okulistyki z Pododdziałem Okulistyki Dziecięcej

Dr hab. n. med. Anna Skorczyk-Werner

Katedra i Zakład Genetyki Medycznej Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Pracownia Poradnictwa Genetycznego w Chorobach Narządu Wzroku

Dr hab. n. med. Anna Wawrocka

Katedra i Zakład Genetyki Medycznej Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Pracownia Poradnictwa Genetycznego w Chorobach Narządu Wzroku

Przedmowa

Kiedy przed ponad 30 laty, po ukończeniu studiów, marzyłem o zatrudnieniu w Zakładzie Genetyki Klinicznej Instytutu Pediatrii w Poznaniu, nie przypuszczałem, że moja zawodowa przygoda z genetyką zostanie nierozerwalnie związana z okulistyką. Stało się tak dzięki wizjonerskiej zachęcie do podjęcia szkolenia specjalizacyjnego w tym zakresie ze strony Pani Prof. Anny Latos-Bieleńskiej – ówczesnego kierownika Zakładu Genetyki Klinicznej oraz zgody na jego odbycie ze strony Pani Prof. Krystyny Pecold – ówczesnego kierownika Katedry i Kliniki Okulistycznej Uniwersytetu Medycznego w Poznaniu. To właśnie Paniom Profesor winien jestem szczególne podziękowania za inspirację, zachętę do aktywności naukowej, wysyłanie na zagraniczne staże, a nade wszystko za naukę opartą na własnym przykładzie. Bez nich nie byłoby „mojej oftalmogenetyki” – zarówno w rozumieniu codziennej aktywności klinicznej, naukowej i dydaktycznej, jak i tej książki.

Cieszę się bardzo, że moją pasją zaraziłem grupę podążających tą drogą młodych naukowców, co zaowocowało nie tylko ich pracami doktorskimi i habilitacyjnymi, ale też współautorstwem tej książki. Bardzo dziękuję dr hab. n. med. Annie Wawrockiej, dr hab. n. med. Annie Skorczyk-Werner i dr n. med. Zuzannie Niedzieli-Schwartz za zapał i pracę włożone w to opracowanie.

Znaczenie genetyki w okulistyce było znane od dawna, jednak to właśnie w okresie wspomnianych 30 lat byłem świadkiem i uczestnikiem poznawania podłoża genetycznego większości genetycznie uwarunkowanych chorób oczu oraz ogromnego postępu w zakresie ich diagnostyki molekularnej. Dziś można powiedzieć, że znamy podłoże genetyczne niemal wszystkich chorób z tej grupy i możemy spodziewać się tylko nielicznych nowych odkryć. Współcześnie znajomość etiopatogenezy oraz możliwości szybkiej i skutecznej diagnostyki pozwalają nie tylko na rozpoznanie tych chorób, ale też coraz częściej na zaproponowanie optymalnego postępowania profilaktycznego i leczniczego.

Niniejsza książka jest pierwszym polskojęzycznym i jednym z zaledwie kilku na świecie monograficznych opracowań dotyczących genetycznie uwarunkowanych chorób oczu, wypełniającym olbrzymią lukę w obowiązujących podręcznikach okulistyki oraz genetyki. Myślę, że wielu odbiorców zadziwi mnogość opisanych jednostek chorobowych oraz złożoność poruszonych problemów.

„Oftalmogenetyka” skierowana jest przede wszystkim do lekarzy posiadających specjalizację oraz specjalizujących się w zakresie okulistyki oraz genetyki klinicznej, ale może być również źródłem cennej wiedzy dla innych specjalistów i ambitnych studentów medycyny. Autorzy podjęli trudną próbę pogodzenia dwóch zadań: kształcenia okulistów w zakresie genetyki i kształcenia genetyków w zakresie okulistyki, choć siłą rzeczy konieczne było uzyskanie kompromisu pomiędzy szczegółowością wiedzy teoretycznej i praktyczną stroną wiedzy klinicznej.

Wierzę, ze oddajemy w ręce Czytelników nowoczesne i kompletne opracowanie oparte na najnowszym piśmiennictwie fachowym i wieloletnim doświadczeniu autorów. Opisy poszczególnych jednostek chorobowych zostały poprzedzone przedstawieniem ich nazw synonimicznych i anglojęzycznych, a także numeracją nadaną im w bazach danych OMIM i ORPHA, co ma dopomóc w nowoczesnym kodowaniu i rejestrowaniu chorób rzadkich. Jestem przekonany, że książka ta powinna długo zachować aktualność w zakresie opisywanej etiologii genetycznych chorób oczu, ale myśląc o moich pacjentach mam nadzieję, że szybko stanie się nieaktualna w zakresie nowoczesnych technik diagnostyki klinicznej i genetycznej, a nade wszystko możliwości leczenia.

Wszystkim Czytelnikom życzę fascynacji oftalmogenetyką i wykorzystania zdobytej wiedzy dla dobra naszych pacjentów.

Maciej R. Krawczyński

1

Wprowadzenie do oftalmogenetyki

1.1. Typy chorób uwarunkowanych genetycznie i ich dziedziczenie

Anna Wawrocka, Maciej R. Krawczyński

Ludzki genom zawarty w jądrach komórek somatycznych jest zbudowany z 23 par chromosomów, na które składają się 22 pary tzw. autosomów (czyli chromosomów identycznych u obu płci) oraz jedna para chromosomów płciowych (heterochromosomów), występujących w układzie XX u kobiet oraz XY u mężczyzn. Genom komórki somatycznej jest zatem genomem diploidalnym, co oznacza, że wszystkie chromosomy i większość genów występują w dwóch kopiach – jednej pochodzenia matczynego i jednej ojcowskiego. Wyjątek stanowią chromosomy płciowe u mężczyzn, u których chromosom X i jego geny pochodzą zawsze od matki, a chromosom Y i jego geny – zawsze od ojca, przy czym tylko nieliczne z genów chromosomów X i Y są względem siebie homologiczne.

Całość haploidalnego ludzkiego genomu jądrowego obejmuje około 3,2 Gbp (miliardów par zasad) DNA, zawierającego 20 338 genów, z czego około 48 Mbp (milionów par zasad) stanowią sekwencje kodujące genów (eksony), odpowiedzialne za kodowanie białek. Najmniejszy z chromosomów – chromosom Y – zawiera tylko 50 genów w obrębie 55 Mbp DNA, a największy – chromosom 1 – około 2100 genów w obrębie 250 Mbp DNA.

Dodatkowo w większości komórek somatycznych znajdują się tysiące kopii genomu mitochondrialnego. Zlokalizowane w cytoplazmie mitochondria zawierają 2–10 kolistych cząsteczek mtDNA, dziedziczonego wyłącznie po matce, a z kolei pojedyncza cząsteczka mtDNA zawiera zaledwie 16 569 nukleotydów z gęsto upakowanymi 37 genami kodującymi białka, 22 genami kodującymi tRNA i 2 genami kodującymi rRNA.

Choroby uwarunkowane genetycznie są spowodowane błędami w materiale genetycznym. Ze względu na rodzaj i rozmiar defektu choroby genetyczne można podzielić na: (1) aberracje chromosomowe, (2) rearanżacje genomowe (mikrodelecje, mikroduplikacje), (3) choroby jednogenowe, (4) choroby wieloczynnikowe (w tym wielogenowe).

1.1.1. Aberracje chromosomowe

Mianem aberracji chromosomowych określa się zaburzenia w zakresie liczby lub struktury chromosomów. Aberracje liczbowe mogą dotyczyć pojedynczego chromosomu (aneuploidie) lub całego zestawu chromosomów (poliploidie). Aberracje strukturalne polegają na różnego rodzaju zmianach struktury chromosomów.

Aneuplodie są zdecydowanie najczęstszymi aberracjami liczbowymi i oznaczają nieprawidłową liczbę chromosomów danej pary. Powstają zwykle na skutek nondysjunkcji mejotycznej, czyli nieprawidłowego rozdziału chromosomów homologicznych lub chromatyd siostrzanych podczas mejozy. Brak jednego chromosomu danej pary, określany mianem monosomii, jest na ogół letalny we wczesnych stadiach rozwoju zarodka. Wyjątek stanowi około 2% przypadków monosomii X, która powoduje zespół Turnera. Występowanie dodatkowego chromosomu danej pary nazywa się trisomią. W większości przypadków trisomia autosomalna jest również letalna w okresie prenatalnym i skutkuje poronieniami samoistnymi. Natomiast wśród żywo urodzonych dzieci obserwuje się różne formy trisomii chromosomów płciowych (XXX, XXY i XYY), trisomię chromosomu 21 (powodującą zespół Downa), trisomię chromosomu 18 (powodującą zespół Edwardsa) oraz trisomię chromosomu 13 (powodującą zespół Pataua).

Poliploidia polega na występowaniu dodatkowego kompletnego haploidalnego zestawu chromosomów. Rodzajami poliploidii są: triploidia (69 chromosomów w komórce) oraz tetraploidia (92 chromosomy w komórce). Triploidia powstaje zazwyczaj w wyniku dispermii (zapłodnienia komórki jajowej przez dwa plemniki) bądź w wyniku udziału w zapłodnieniu diploidalnego oocytu (w efekcie błędu podziału mejotycznego w trakcie oogenezy). Tetraploidia jest najczęściej skutkiem niedokonania się pierwszego podziału zygoty mimo mitotycznego podziału chromosomów. Poliploidie są zwykle obserwowane u obumarłych zarodków i płodów oraz u martwo urodzonych noworodków.

Aberracje strukturalne obejmują wszystkie zmiany i nieprawidłowości w strukturze chromosomów. Są wynikiem pęknięć i/lub przeniesienia fragmentów chromosomów oraz połączenia ich w nowej konfiguracji. Można wyróżnić aberracje zrównoważone (np. translokacje lub inwersje) i niezrównoważone (np. delecje, duplikacje lub izochromosomy). W przypadkach aberracji zrównoważonych nie obserwuje się ani nadmiaru, ani niedoboru materiału genetycznego, lecz jedynie jego przemieszczenie. Nosiciele takich translokacji są klinicznie zdrowi, jednak występuje u nich zwiększone ryzyko niepłodności, poronień samoistnych, martwych urodzeń oraz posiadania dzieci z niezrównoważoną aberracją chromosomową. W aberracjach niezrównoważonych dochodzi do utraty lub nadmiaru materiału genetycznego. Tego typu aberracje zawsze prowadzą do poważnych skutków fenotypowych w postaci ciężkich zespołów wad wrodzonych z niepełnosprawnością intelektualną.

Aberracje chromosomowe (zrównoważone i niezrównoważone) wykrywa się za pomocą badania kariotypu (minimalna wielkość wykrywalnego defektu to około 5 Mbp). W przypadku aberracji liczbowych i niezrównoważonych aberracji strukturalnych można także wykonać badanie arrayCGH (array comparative genomic hybridization, aCGH).

Należy zauważyć, że okuliści raczej nie uczestniczą w diagnostyce różnicowej pacjentów z aberracjami chromosomowymi, gdyż zajmują się tym zwykle neonatolodzy, pediatrzy i genetycy kliniczni. Okulista jest natomiast często proszony o konsultację w celu oceny stanu narządu wzroku i możliwości zapewnienia optymalnej pomocy. Szczególnie ważne jest to w przypadku dzieci z zespołem Downa, w przebiegu którego obserwuje się częstsze występowanie: zaćmy wrodzonej, wad refrakcji (zwłaszcza krótkowzroczności), stożka rogówki i jaskry – patologie te wymagają rozpoznania i pilnego leczenia, niezbędnego do właściwej rehabilitacji i stymulacji rozwoju dziecka.

Dużo cięższe wady rozwojowe oczu obserwuje się w przebiegu zespołu Edwardsa (szczeliny błony naczyniowej, zaćma i jaskra wrodzona) oraz zespołu Pataua (małoocze złożone, ze szczelinami błony naczyniowej, zaćma i jaskra wrodzona, bielmo rogówki, w skrajnych sytuacjach synoftalmia lub cyklopia).

W przypadkach aberracji liczbowych chromosomów płciowych zwykle nie stwierdza się istotnych problemów okulistycznych, chociaż opisywano częstsze wady refrakcji i zwiększoną tendencję do odwarstwienia siatkówki.

Małoocze, szczeliny błony naczyniowej, dysgenezja odcinka przedniego oka, zaćma wrodzona i zez są często opisywane w przypadkach dwóch aberracji strukturalnych: zespołu kociego krzyku kota (delecja ramion krótkich chromosomu pary 5 – region krytyczny 5p15.2) i zespołu Wolfa-Hirschhorna (delecja ramion krótkich chromosomu pary 4 – region krytyczny 4p16.3).

1.1.2. Rearanżacje genomowe

Rearanżacje genomowe (mikrodelecje, mikroduplikacje) są spowodowane defektami o wielkości poniżej 4–5 Mbp, obejmującymi zwykle kilkanaście leżących obok siebie genów, dlatego tego rodzaju choroby bywają również nazywane „zespołami ciągu genów”. W okulistyce mikrodelecje są rzadką przyczyną chorób, jednak warto pamiętać o: mikrodelecji 11p13, powodującej zespół WAGR (patrz podrozdz. 2.3), mikrodelecji 13q14, obecnej u około 5% dzieci z siatkówczakiem (patrz rozdz. 12), oraz mikrodelecji 12q21.33, powodującej dystrofię amorficzną tylną rogówki (patrz rozdz. 4). Defekty tej wielkości nie są widoczne w badaniu kariotypu, a do ich wykrycia stosuje się obecnie techniki biologii molekularnej, takie jak technika MLPA (multiplex ligation-dependent probe amplification, multipleksowa amplifikacja sond zależna od ligacji) lub arrayCGH.

1.1.3. Choroby jednogenowe

Około 7 tysięcy spośród ponad 20 tysięcy ludzkich genów jest powiązanych z chorobami jednogenowymi. Olbrzymia większość dziedzicznych chorób człowieka, w tym chorób oczu, to właśnie choroby jednogenowe. Są one spowodowane uszkodzeniami w obrębie pojedynczych genów. W przypadku niektórych chorób jednogenowych jest to zawsze ten sam gen, a w przypadku innych – wykazujących genetyczną heterogenność – jest to jeden gen spośród wielu znanych genów przyczynowych.

Patogenne uszkodzenia materiału genetycznego nazywane są mutacjami. Prowadzą one albo do utraty przez gen jego funkcji (loss of function [LOF] mutations), albo do nabycia nowej funkcji (gain of function [GOF] mutations). Są to rzadkie zjawiska, mające zwykle charakter tzw. mutacji punktowych, czyli zmian pojedynczego nukleotydu (single nucleotide variants, SNV), a rzadziej małych delecji lub insercji (indels), bądź dużych zmian strukturalnych w obrębie genu (copy number variants, CNV). W przypadku chorób dziedzicznych są to zawsze tzw. mutacje germinalne, czyli obecne w komórce rozrodczej w wyniku ich dziedziczenia po rodzicu (chorym lub nosicielu) bądź w wyniku tzw. świeżej mutacji (de novo).

Podstawowe typy mutacji obejmują:

• duże zmiany strukturalne dotyczące fragmentów lub całości genu (CNV);

• małe delecje lub insercje, zwykle kilku bądź kilkudziesięciu nukleotydów (indels);

• mutacje punktowe (SNV):

– synonimiczne (neutralne lub patogenne);

– typu zmiany sensu (missense);

– nonsensowne (nonsense);

– typu przesunięcia ramki odczytu (frameshift);

– splicingowe (splicing-site);

– promotorowe (lub innych elementów regulacyjnych);

– inne (np. utrata kodonu START lub STOP).

Typ mutacji tylko pośrednio wskazuje na jej ciężkość. Zwykle jednak za najcięższe uważa się te mutacje, które w znaczny sposób zmieniają strukturę kodowanego białka. Należą do nich: duże warianty typu CNV, mutacje punktowe lub indels przesuwające ramkę odczytu, mutacje splicingowe oraz mutacje nonsensowne. Zwykle najłagodniejsze są warianty typu zmiany sensu, powodujące podstawienie pojedynczego aminokwasu.

Zdecydowana większość chorób jednogenowych jest dziedziczona zgodne z prawami Mendla (dziedziczenie mendlowskie). W zależności od funkcji i lokalizacji nieprawidłowego genu wyróżnia się następujące typy dziedziczenia: autosomalne dominujące, autosomalne recesywne, sprzężone z chromosomem X recesywne oraz sprzężone z chromosomem X dominujące.

Dziedziczenie autosomalne dominujące

Choroba dziedziczona w sposób autosomalny dominujący (ryc. 1.1) ujawnia się już w przypadku mutacji heterozygotycznej, czyli dotyczącej jednego z dwóch alleli genu. Patogenny gen jest zlokalizowany na jednym z autosomów, zatem płeć osoby chorej nie odgrywa roli, a ryzyko przekazania choroby przez chorego rodzica potomstwu wynosi 50%, niezależnie od płci dziecka. W przypadku dwóch rodziców chorych na tę samą chorobę autosomalną dominującą, spowodowaną mutacją tego samego genu, ryzyko dla potomstwa wzrasta do 75%, przy czym dodatkowe 25% ryzyka dotyczy zwykle cięższej (czasem nawet letalnej), biallelicznej postaci choroby.

W wielu przypadkach chore dzieci rodzą się zdrowym rodzicom. W takiej sytuacji choroba jest zwykle wynikiem tzw. świeżej mutacji (mutacji de novo), a ryzyko jej wystąpienia u rodzeństwa chorego dziecka nie jest podwyższone. Bardzo rzadko choroba dziecka mającego zdrowych rodziców może być spowodowana obecnością tzw. mozaicyzmu gonadalnego u rodzica, który może zwiększać ryzyko powtarzania się choroby u rodzeństwa chorego dziecka.

Rycina 1.1.

Rodowód ilustrujący dziedziczenie autosomalne dominujące

Dziedziczenie autosomalne dominujące jest związane z występowaniem zjawisk, które mogą utrudniać diagnostykę i poradnictwo genetyczne, takich jak:

• różnorodność ekspresji (gdy u chorych, nawet należących do jednej rodziny, występuje znaczne zróżnicowanie objawów choroby);

• niepełna penetracja (gdy u niektórych osób posiadających zmutowany gen nie występują żadne objawy choroby);

• opóźniona manifestacja (gdy objawy choroby pojawiają się w późniejszym wieku).

Dziedziczenie autosomalne recesywne

Choroby dziedziczone w sposób autosomalny recesywny (ryc. 1.2) ujawniają się u osób, u których oba allele danego genu są zmutowane (tzw. mutacje bialleliczne). Dzieje się tak w przypadku homozygot (posiadających dwa identycznie zmutowane allele) oraz heterozygot złożonych (posiadających dwie różne mutacje w obu allelach genu). Częstość występowania i nasilenie choroby są zwykle niezależne od płci. Na ogół osoby chore dziedziczą zmutowane allele od obojga swoich rodziców – zdrowych, heterozygotycznych nosicieli choroby. Para rodziców nosicieli jest w przypadku każdej ciąży obarczona 25% ryzykiem urodzenia chorego dziecka. Prawdopodobieństwo, że zdrowe rodzeństwo chorego dziecka jest nosicielem choroby, wynosi ⅔. Jeśli osoba chora ma dziecko ze zdrowym, niespokrewnionym partnerem, ryzyko, że partner jest nosicielem mutacji w danym genie jest bardzo niskie, a ryzyko powtórzenia się choroby u potomstwa wynosi zwykle poniżej 1%. Ważnym czynnikiem ryzyka wystąpienia u potomstwa chorób autosomalnych recesywnych jest spokrewnienie rodziców, związane zwykle z homozygotycznością mutacji patogennych u chorego dziecka.

Rycina 1.2.

Rodowód ilustrujący dziedziczenie autosomalne recesywne

Dziedziczenie sprzężone z chromosomem X recesywne

Choroby sprzężone z chromosomem X recesywne (ryc. 1.3) występują niemal wyłącznie u mężczyzn. Patogenna mutacja zachodzi w genie położonym na chromosomie X. Mężczyzna mający tylko jeden allel genu na swoim jedynym chromosomie X jest określany mianem hemizygoty. Chorzy hemizygotyczni mężczyźni przekazują zmutowany gen wszystkim swoim córkom (są to tzw. obligatoryjne nosicielki), ale nigdy swoim synom (którzy otrzymują od ojca chromosom Y). Heterozygotyczne kobiety są zwykle bezobjawowymi nosicielkami zmutowanego genu, obciążonymi 50% ryzykiem posiadania chorego syna lub córki nosicielki.

U kobiety może rozwinąć się choroba sprzężona z chromosomem X recesywna, jeśli oba allele genu są zmutowane. Jest to niezwykle rzadka sytuacja, spotykana jedynie w przypadku chorób często występujących i lekkich (np. daltonizm). Wówczas chora kobieta ma chorego ojca i matkę nosicielkę. Choroby sprzężone z chromosomem X recesywne mogą także występować u kobiet z zespołem Turnera (monosomia X). Dużo częściej u heterozygotycznej kobiety nosicielki stwierdza się łagodne i zwykle późne objawy choroby w związku z asymetrycznym przebiegiem inaktywacji chromosomu X.

Rycina 1.3.

Rodowód ilustrujący dziedziczenie sprzężone z chromosomem X recesywne

Dziedziczenie sprzężone z chromosomem X dominujące

Na choroby sprzężone z chromosomem X dziedziczone w sposób dominujący zapadają zarówno kobiety, jak i mężczyźni, którzy posiadają pojedynczy zmutowany allel genu zlokalizowanego na chromosomie X. U chorych hemizygotycznych mężczyzn przebieg choroby jest na ogół ciężki. U heterozygotycznych kobiet objawy bywają bardziej zróżnicowane i łagodniejsze, co jest związane z przebiegiem inaktywacji chromosomu X. Część chorób dziedziczonych w sprzężeniu z chromosomem X w sposób dominujący (ryc. 1.4) jest letalnych dla płodów męskich; są to m.in.: zespół Blocha-Sulzbergera (incontinentia pigmenti), zespół Aicardiego oraz zespół Retta. Hemizygotyczni mężczyźni przekazują zmutowany gen wyłącznie swoim córkom (nigdy swoim synom). Heterozygotyczne kobiety są obciążone 50% ryzykiem przekazania zmutowanego genu zarówno córkom, jak i synom.

Rycina 1.4.

Rodowód ilustrujący dziedziczenie sprzężone z chromosomem X dominujące

Dziedziczenie mitochondrialne

W cytoplazmie przeciętnej komórki somatycznej znajduje się około tysiąca mitochondriów, zawierających po 2–10 kopii cząsteczek mtDNA. Mitochondria odgrywają ważną rolę w procesie produkcji energii w komórce. Różne tkanki mają różne zapotrzebowanie energetyczne, a najwięcej energii zużywają: ośrodkowy układ nerwowy (w tym nerwy wzrokowe), serce, mięśnie poprzecznie prążkowane, siatkówka, nerki i gruczoły wydzielania wewnętrznego. To właśnie w tych narządach występują główne objawy chorób mitochondrialnych. Mitochondria są przekazywane do zygoty wyłącznie przez oocyt matki i jeśli matka posiada mutację w mtDNA, przekazuje ją wszystkim swoim dzieciom (ryc. 1.5). Dlatego dziedziczenie mitochondrialne jest nazywane dziedziczeniem matczynym. Jest to zarazem niemendlowski typ dziedziczenia. Ciężkość i przebieg choroby zależą od lokalizacji i typu mutacji, a także od poziomu heteroplazmii, czyli proporcji pomiędzy prawidłowymi i zmutowanymi cząsteczkami mtDNA u danego osobnika.

Przykładami chorób oczu dziedziczonych mitochondrialnie są: dziedziczna neuropatia nerwów wzrokowych Lebera (patrz rozdz. 11), przewlekła postępująca oftalmoplegia zewnętrzna (patrz rozdz. 3) oraz złożone zespoły chorobowe z zajęciem siatkówki (patrz rozdz. 8).

Choroby mitochondrialne mogą być spowodowane nie tylko mutacjami mitochondrialnego DNA, lecz także mutacjami genów jądrowych kodujących białka mitochondrialne. Są wówczas dziedziczone w typowy mendlowski sposób.

Rycina 1.5.

Rodowód ilustrujący dziedziczenie mitochondrialne

1.1.4. Choroby uwarunkowane wielogenowo i wieloczynnikowo

Choroby wielogenowe są spowodowane mutacjami wielu genów. Współdziałanie produktów tych genów decyduje o wystąpieniu oraz nasileniu objawów. W przypadku chorób wieloczynnikowych ujawnienie się choroby zależy od interakcji wielu genów, trybu życia i wpływu czynników środowiskowych. Do chorób wieloczynnikowych zalicza się m.in. choroby: alergiczne i autoimmunologiczne, układu sercowo-naczyniowego, psychiczne, większość izolowanych wad wrodzonych oraz niektóre choroby neurodegeneracyjne (np. chorobę Parkinsona, chorobę Alzheimera, stwardnienie rozsiane). W okulistyce najważniejszymi chorobami uwarunkowanymi wieloczynnikowo są: zwyrodnienie plamki związane z wiekiem, jaskra pierwotna otwartego kąta, krótkowzroczność i stożek rogówki (patrz rozdz. 14). Badania genetyczne nie mają w tej grupie chorób znaczenia diagnostycznego, lecz mogą mieć znaczenie rokownicze i prognostyczne, a także mogą wpływać na wybór sposobu leczenia. Tylko ocena fenotypu pacjenta umożliwia rozpoznanie chorób uwarunkowanych wieloczynnikowo. Wysokość ryzyka genetycznego jest ustalana empirycznie na podstawie obserwacji rodzin, w których dana choroba występuje, i uśredniana dla danej populacji. Ryzyko genetyczne zależy przede wszystkim od stopnia pokrewieństwa z osobą chorą (im bliższe pokrewieństwo, tym wyższe ryzyko) oraz od tego, ilu członków rodziny choruje i jak ciężki jest przebieg choroby. W przypadku niektórych chorób znaczenie ma także płeć pacjenta. Na ogół ryzyko powtarzania się choroby wieloczynnikowej u krewnych pierwszego stopnia osoby, która zachorowała jako pierwsza w rodzinie, wynosi około 5%.

1.2. Metody diagnostyki chorób uwarunkowanych genetycznie

Anna Wawrocka

Aberracje chromosomowe, zarówno liczbowe, jak i strukturalne, diagnozuje się rutynowo badaniem kariotypu, opartym na hodowli komórek i analizie chromosomów metafazowych w mikroskopie świetlnym. Najmniejsze delecje lub duplikacje chromosomowe, które można obserwować w mikroskopie świetlnym, mają wielkość 4–5 Mbp – tę wielkość defektu przyjmuje się na ogół jako granicę aberracji chromosomowych i rearanżacji genomowych. Coraz częściej jednak w przypadku aneuploidii i niezrównoważonych aberracji strukturalnych stosuje się metodę arrayCGH, która nie wymaga hodowli komórkowej i jest zdecydowanie mniej czasochłonna i pracochłonna niż analiza kariotypu.

W celu wykrycia submikroskopowych delecji i duplikacji stosuje się porównawczą hybrydyzację genomową do mikromacierzy (arrayCGH) lub metodę MLPA. Badanie arrayCGH (aCGH) pozwala na skuteczne wykrywanie mikrodelecji i mikroduplikacji, niewykrywalnych w badaniu kariotypu, i w przeciwieństwie do techniki MLPA nie jest ograniczone tylko do wybranych zmian materiału genetycznego. Umożliwia analizę wszystkich chromosomów z bardzo dużą rozdzielczością, wielokrotnie przekraczającą rozdzielczość badania kariotypu. Ograniczeniem tej metody jest jednak brak możliwości identyfikacji aberracji zrównoważonych oraz jej mniejsza skuteczność w przypadku poliploidii.

Metoda MLPA (multiplex ligation-dependent probe amplification, multipleksowa amplifikacja sond zależna od ligacji) służy do wykrywania delecji bądź duplikacji wybranych genów lub ich fragmentów. Zaletą MLPA jest to, że nie wymaga ona stosowania specjalnego sprzętu, tak jak w przypadku mikromacierzy aCGH. Obecnie dostępne są liczne zestawy do przeprowadzania testów MLPA, zawierające odpowiednie mieszaniny sond służących do diagnostyki m.in.: chorób nowotworowych, zespołów mikrodelecyjnych, rearanżacji subtelomerowych oraz chorób jednogenowych. Ograniczeniem metody MLPA jest jednak zawężenie analizy wyłącznie do tych regionów DNA, które zostały określone przez wybór sond w zestawie diagnostycznym.

Alternatywną metodą molekularną, która może posłużyć do wykrycia delecji bądź duplikacji w genie, jest metoda qPCR (quantitative polymerase chain reaction), czyli ilościowa reakcja łańcuchowa polimerazy (reakcja łańcuchowa polimerazy w czasie rzeczywistym). Jest to czuła metoda analityczna, która wykorzystuje techniki fluorescencyjne, pozwalając na monitorowanie ilości produktu reakcji w czasie jej trwania, co odróżnia ją od klasycznej reakcji PCR. Dzięki temu cała procedura analizy jest stosunkowo szybka i umożliwia wykrycie zmiany liczby kopii DNA. Jest ona głównie stosowana jako metoda przesiewowa w odniesieniu do znanych regionów mikrodelecyjnych lub mikroduplikacyjnych.

W przypadku chorób, u których podłoża leżą zmiany w obrębie pojedynczych genów, stosuje się metody biologii molekularnej. Punktem wyjścia do przeprowadzenia diagnostyki molekularnej jest na ogół reakcja PCR (polymerase chain reaction), czyli łańcuchowa reakcja polimerazy, która przy użyciu specyficznych, komplementarnych do sekwencji DNA starterów oligonukleotydowych umożliwia szybką syntezę kopii wybranego do badania fragmentu DNA. Reakcja PCR pozwala na zwielokrotnienie nawet bardzo małych ilości DNA, które mogą być w dalszej kolejności analizowane przy użyciu różnych technik biologii molekularnej.

Po amplifikacji specyficznego fragmentu DNA, w celu poznania jego dokładnej sekwencji nukleotydowej, produkt PCR poddaje się sekwencjonowaniu. Najczęściej stosowaną metodą jest sekwencjonowanie metodą dideoksy Sangera w automatycznym sekwenatorze kapilarnym. Metoda ta pozwala na wykrycie różnych typów mutacji, zwłaszcza punktowych (SNV), takich jak: substytucje nukleotydowe (podstawienie jednego nukleotydu przez inny), oraz małe delecje lub insercje (indels) w obrębie amplifikowanego fragmentu DNA. W przypadku większych zmian strukturalnych w obrębie genu konieczne jest zastosowanie metody MLPA lub arrayCGH. W sekwencjonowaniu Sangera każdy fragment DNA jest sekwencjonowany w odrębnej reakcji. Ten typ badania znajduje zastosowanie w przypadku chorób powodowanych przez mutacje w pojedynczych niedużych genach.

W przypadku chorób powodowanych przez mutacje dużego genu (np. choroba Stargardta) lub jednego z wielu możliwych genów (np. zwyrodnienie barwnikowe siatkówki) stosuje się tzw. sekwencjonowanie następnej generacji (next generation sequencing, NGS) – nową i bardzo wydajną technikę sekwencjonowania DNA. Pozwala ona na masowe, równoległe sekwencjonowanie wielu próbek DNA i wielu genów jednocześnie. NGS można podzielić ze względu na zakres badanych sekwencji DNA na: sekwencjonowanie panelowe, sekwencjonowanie całoeksomowe (whole exome sequencing, WES) oraz sekwencjonowanie całogenomowe (whole genome sequencing, WGS). WES jest analizą wyłącznie sekwencji kodujących genów, które najpierw się selekcjonuje, a następnie sekwencjonuje.

W diagnostyce klinicznej spośród metod NGS najczęściej wykorzystywane są panele diagnostyczne, w których bada się wyłącznie wybrane geny powiązane z daną chorobą lub grupą chorób, a ostatnio także badanie WES. Głównym ograniczeniem obu metod jest niewykrywanie niektórych typów mutacji, w tym: mutacji głębokointronowych, mutacji dynamicznych, efektu pozycji oraz niektórych wariantów strukturalnych.

WGS polega na sekwencjonowaniu zarówno sekwencji kodujących, jak i niekodujących genomu. Dzięki metodom WES i WGS możliwe jest wykrywanie nowych mutacji w znanych genach, jak również mutacji w genach, których do tej pory nie wiązano z daną chorobą. Dodatkowo WGS pozwala na wykrywanie patogennych wariantów zlokalizowanych w sekwencjach niekodujących genu (intronach) oraz w obszarach międzygenowych.

1.3. Poradnictwo genetyczne

Maciej R. Krawczyński

Postawienie rozpoznania przyczynowego, opartego na identyfikacji patogennych wariantów genu, oraz określenie typu dziedziczenia i potencjalnego ryzyka genetycznego stanowi podstawę nowoczesnego poradnictwa genetycznego dla pacjentów z dziedzicznymi chorobami oczu oraz ich rodzin.

Powszechnie przyjmuje się, że każdy pacjent z rozpoznaniem lub podejrzeniem choroby genetycznie uwarunkowanej powinien otrzymać poradę genetyczną, najlepiej udzieloną przez specjalistę w dziedzinie genetyki klinicznej. Niemniej, ze względu na małą liczbę tych specjalistów oraz specyfikę symptomatologii i metod diagnostycznych stosowanych w okulistyce, uważa się, że pacjentom oftalmogenetycznym wstępnej porady genetycznej może udzielić również lekarz okulista – pod warunkiem, że zna podstawy genetyki i zasady udzielania porady genetycznej, a także posiada aktualną wiedzę na temat genetycznego podłoża poszczególnych chorób. Ponadto należy pamiętać, że rozpoznanie choroby u jednej osoby często oznacza identyfikację rodziny ryzyka genetycznego, w której diagnostyki i porady genetycznej mogą potrzebować inni jej członkowie.

Porada genetyczna powinna być zawsze dostosowana do potrzeb i możliwości danej rodziny oraz udzielana z uwzględnieniem stopnia zrozumienia wyjaśnianych pojęć. Musi być także oparta na znajomości etiologii choroby, uzyskanej dzięki starannej analizie danych rodowodowo-klinicznych, wyników badań genetycznych oraz korelacji genotypowo-fenotypowych, a także aktualnego piśmiennictwa i baz danych. Szczególnej uwagi wymagają przypadki sporadycznego występowania chorób wykazujących różne możliwe typy dziedziczenia. Podstawowe informacje przekazane w poradni powinny być zawarte w wydanej na piśmie karcie informacyjnej.

Sytuacja jest stosunkowo prosta w przypadku, gdy wynik badania genetycznego jest w pełni zgodny z obserwowanym typem dziedziczenia i obrazem klinicznym. Bardziej skomplikowane jest udzielenie porady w przypadku: chorób genetycznie heterogennych, niejednoznacznych wyników badań diagnostycznych (klinicznych i genetycznych), identyfikacji kilku potencjalnych wariantów przyczynowych oraz niezgodności wyniku badań molekularnych z danymi rodowodowo-klinicznymi.

Poradnictwo genetyczne obejmuje takie elementy, jak:

• przedstawienie podstawowych informacji klinicznych i genetycznych dotyczących choroby uwarunkowanej genetycznie, z udzieleniem zaleceń dotyczących dalszej opieki specjalistycznej;

• określenie oraz wyjaśnienie typu dziedziczenia i ryzyka powtarzalności choroby w rodzinie, ze wskazaniem osób potencjalnie narażonych na wystąpienie choroby u nich lub ich dzieci;

• zlikwidowanie u rodziców chorego dziecka poczucia winy lub wstydu, które w przypadku chorób genetycznie uwarunkowanych są częste, chociaż całkowicie nieracjonalne i nieuzasadnione;

• udzielenie wsparcia choremu dziecku (pacjentowi) lub jego rodzicom w radzeniu sobie z niekorzystnymi informacjami dotyczącymi ewentualnego niekorzystnego rokowania, ryzyka genetycznego czy ograniczonych możliwości terapeutycznych;

• przedstawienie i wyjaśnienie dostępnych opcji planowania potomstwa, zgodnych nie tylko z aktualnym stanem wiedzy medycznej, lecz także uwzgledniających światopogląd rodziny pacjenta (również w zakresie diagnostyki prenatalnej i preimplantacyjnej, technik wspomagania rozrodu bądź ewentualnej rezygnacji z dalszej prokreacji) – w tym zakresie poradnictwo genetyczne jest uznawane za narzędzie pierwotnej profilaktyki występowania chorób genetycznie uwarunkowanych;

• udzielenie odpowiedzi na wszelkie pytania zadane przez pacjenta lub jego rodziców, aby mogli dokonać optymalnych wyborów życiowych, dotyczących edukacji, prokreacji, pracy zawodowej itp.

Podstawową zasadą poradnictwa genetycznego jest tzw. niedyrektywność (non-directiveness). Polega ona na tym, że lekarz udzielający porady genetycznej ma obowiązek przedstawić aktualny stan wiedzy oraz dostępne opcje postępowania, jednak bez wskazywania najlepszego, jego zdaniem, rozwiązania w danej sytuacji. Oczywiście nie dotyczy to kwestii optymalnego postępowania profilaktycznego, terapeutycznego czy rehabilitacyjnego. Natomiast wszelkie istotne decyzje życiowe muszą być samodzielnie podjęte przez pacjenta lub (w przypadku dziecka) przez jego rodziców, przy pełnym wsparciu lekarza, służącego fachową wiedzą i doświadczeniem. Dopuszczalne jest przedstawienie kilku opcji postępowania wybieranych przez innych pacjentów.

Szczególnie trudne może być udzielenie porady genetycznej rodzicom niemowlęcia lub małego dziecka po postawieniu źle rokującego rozpoznania. Obserwuje się u nich kilka następujących po sobie faz reakcji rodzicielskich, obejmujących: (1) wstrząs, (2) niedowierzanie i zaprzeczanie, (3) smutek i złość, (4) adaptację oraz (5) reorganizację. Proces ten, bez uzyskania pomocy z zewnątrz, może trwać bardzo długo, co uniemożliwia zapewnienie dziecku optymalnej opieki. Aby tego uniknąć, porady genetycznej należy wówczas udzielać:

• obojgu rodzicom jednocześnie;

• krótko po potwierdzeniu rozpoznania;

• najlepiej w obecności dziecka;

• zawsze przez odpowiednio wyszkolonego i doświadczonego lekarza;

• zawsze z podaniem pierwszych wskazówek medycznych i z przedstawieniem optymalnego sposobu działania (skierowania, adresy, możliwości leczenia);

• w miejscu i okolicznościach zapewniających pełną prywatność i dyskrecję oraz dostateczną ilość czasu, aby odpowiedzieć na pierwsze pytania i wątpliwości.

Tak udzielona porada zapewnia szybkie osiągnięcie faz adaptacji i reorganizacji oraz podjęcie działań najlepszych dla dziecka i jego rodziny.

1.4. Epidemiologia genetycznie uwarunkowanych chorób oczu

Maciej R. Krawczyński

Praktycznie wszystkie genetycznie uwarunkowane choroby oczu należą do grupy chorób rzadkich (o częstości występowania w populacji ogólnej niższej niż 1 na 2 tysiące osób), a wiele z nich do grupy chorób ultrarzadkich (o częstości występowania w populacji ogólnej niższej niż 1 na 50 tysięcy osób). Wyjątkiem pod tym względem są choroby wieloczynnikowe o etiologii częściowo genetycznej, takie jak krótkowzroczność, zwyrodnienie plamki związane z wiekiem, jaskra pierwotna otwartego kąta oraz stożek rogówki, które nie należą do chorób rzadkich w populacji europejskiej (patrz rozdz. 14). Chorobą rzadką nie jest także daltonizm (czyli dziedziczne zaburzenie widzenia barwnego w osi czerwono-zielonej, uznawane za cechę z pogranicza fizjologii), występujący u około 8% mężczyzn i około 0,4% kobiet.

Symbolem chorób rzadkich jest zebra, chociaż nie jest to wcale zwierzę rzadkie lub bardzo niezwykłe. Wybór tego symbolu jest jednak związany z zasadą powszechnie wpajaną studentom medycyny, że w diagnostyce różnicowej należy zawsze najpierw brać pod uwagę opcje najczęstsze, a dopiero później myśleć o diagnozach rzadkich i nieoczywistych. Ilustracją tej zasady jest powiedzenie „Jeśli słyszysz tętent kopyt, to myśl o koniu, a nie o zebrze…”.

Takie podejście dydaktyczne sprawia, że choroby rzadkie są mało znane, a czasem się o nich zapomina. Brakuje specyficznych metod diagnostycznych i opracowanych zasad postępowania. Niekiedy stosuje się wobec nich określenie „choroba sieroca” (orphan disease) – dlatego najważniejszy serwis internetowy dla pacjentów i lekarzy, gromadzący wiedzę na temat chorób rzadkich, nosi nazwę Orphanet. W związku ze swoją rzadkością choroby te stanowią wyzwanie diagnostyczne i terapeutyczne, a ich tło niejednokrotnie określa się jako idiopatyczne lub nieznane. Autorzy obowiązujących podręczników klinicznych albo wcale nie uwzględniają tych chorób, albo traktują je marginalnie, podając nierzadko nieaktualne informacje.

Tymczasem obecnie znanych jest ponad 8 tysięcy chorób rzadkich, które w około 80% mają określone podłoże genetyczne, a tylko w małej części inne, np. autoimmunologiczne lub środowiskowe. Szacuje się, że choroby te dotykają 6–8% populacji ogólnej (2–3 miliony osób w Polsce), zatem trafne jest stwierdzenie, że „choroby rzadkie są częste”. Jest to szczególnie ważne w przypadku niektórych specjalności medycznych, a zwłaszcza neurologii i okulistyki, które zresztą muszą się „dzielić” licznymi chorobami neurookulistycznymi, w tym m.in.: zanikami nerwów wzrokowych, zaburzeniami ruchomości gałek ocznych oraz chorobami metabolicznymi i mitochondrialnymi.

Wśród genetycznie uwarunkowanych chorób oczu najczęściej występującą grupę stanowią dziedziczne choroby siatkówki (inherited retinal diseases, IRD), diagnozowane u około 1 na 1,5 tysiąca osób. Częstość ich występowania może być nawet wyższa, jeśli uwzględnić niezdiagnozowane łagodne postacie chorób (powodowane przez warianty hipomorficzne), często uznawane za zmiany związane z wiekiem lub pozapalne (np. choroba Stargardta o późnym początku). Sprzyja temu fakt, że większość tych chorób jest dziedziczona w sposób autosomalny recesywny, co w przypadku rodziny z jednym dzieckiem lub dwojgiem dzieci oznacza, że nie obserwuje się obciążenia wywiadu rodzinnego ani późniejszej powtarzalności choroby. Potwierdzają to dane uzyskane z tysięcy badań WES (sekwencjonowanie całoeksomowe) i WGS (sekwencjonowanie całogenomowe), które wskazują, że 36% zdrowych ludzi bezobjawowo przenosi heterozygotyczną mutację odpowiedzialną za recesywne postacie IRD.

Poniżej podano częstość występowania wybranych, powszechnie znanych chorób oczu:

• zwyrodnienie barwnikowe siatkówki: 1 na 3–4 tysiące osób;

• choroba Stargardta: 1 na 8–10 tysięcy osób;

• dystrofie wzorzyste plamki: 1 na 8–10 tysięcy osób;

• młodzieńcze rozwarstwienie siatkówki: 1 na 15–20 tysięcy osób;

• zespół Ushera: 1 na 10–30 tysięcy osób;

• wrodzona ślepota Lebera: 1 na 30 tysięcy osób;

• achromatopsja: 1 na 30 tysięcy osób;

• dystrofie czopkowo-pręcikowe: 1 na 30–40 tysięcy osób;

• choroideremia: 1 na 50 tysięcy osób;

• choroba Besta: 1 na 20–70 tysięcy osób;

• dziedziczne zaniki nerwów wzrokowych:

– zanik nerwów wzrokowych Lebera (Leber’s hereditary optic neuropathy, LHON): 1 na 30 tysięcy osób,

– zanik nerwów wzrokowych Kjera (autosomal dominant optic atrophy, ADOA): 1 na 30 tysięcy osób;

• wrodzone wady rozwojowe oczu:

– szczelina błony naczyniowej: 1 na 5 tysięcy urodzeń;

– zaćma wrodzona: 1 na 5 tysięcy urodzeń;

– małoocze/bezocze: 1 na 5–10 tysięcy urodzeń;

– zespół Axenfelda-Riegera: 1 na 20 tysięcy urodzeń;

– aniridia: 1 na 40 tysięcy urodzeń;

• choroby wieloukładowe z istotnymi objawami ocznymi:

– nerwiakowłókniakowatość typu 1: 1 na 3 tysiące osób;

– zespół Marfana: 1 na 3–5 tysięcy osób;

– zespół Ehlersa-Danlosa: 1 na 5 tysięcy osób;

– stwardnienie guzowate: 1 na 6–10 tysięcy osób;

– zespół Sticklera: 1 na 10 tysięcy osób;

– albinizm oczno-skórny: 1 na 15–20 tysięcy osób.

Wiele innych, mniej znanych dziedzicznych chorób oczu i zespołów chorobowych występuje z częstością mniejszą niż 1 na 100 tysięcy urodzeń (np. zespół Bardeta-Biedla i zespół Alströma), a nawet 1 na milion urodzeń (np. zespół Seniora-Løkena). Istnieją wreszcie choroby o poznanym podłożu genetycznym, opisane jedynie w kilku rodzinach, w odniesieniu do których nie ma danych na temat populacyjnej częstości występowania.

Większość najbardziej znanych chorób oftalmogenetycznych występuje z podobną częstością na całym świecie (np. zwyrodnienie barwnikowe siatkówki i choroba Stargardta), chociaż mogą się znacznie różnić pod kątem mutacji przyczynowych wykrywanych w poszczególnych grupach etnicznych lub narodowościowych. Inne występują wyjątkowo często w konkretnych populacjach – dotyczy to np. zaniku nerwów wzrokowych Kjera w Danii czy autosomalnej recesywnej postaci neuropatii Lebera w Polsce, co jest następstwem pochodzenia mutacji założycielskich z tych krajów. Efekt założyciela jest szczególnie widoczny w małych, izolowanych populacjach (zwłaszcza wyspiarskich), natomiast w specyficznych grupach etnicznych lub religijnych kluczową rolę odgrywa częste zawieranie małżeństw krewniaczych, powodujące ujawnianie się cech autosomalnych recesywnych.

W ostatnich latach popularna staje się tzw. epidemiologia molekularna, opisująca częstość występowania poszczególnych przyczyn molekularnych genetycznie uwarunkowanych chorób oczu, a zwłaszcza dziedzicznych chorób siatkówki (IRD). W tej klasyfikacji prym wiodą geny odpowiedzialne za fenotypy zróżnicowane, a nie pojedyncze. I tak wśród przyczyn IRD na dwóch pierwszych miejscach wymiennie umieszczane są geny: USH2A (odpowiedzialny za zespół Ushera typu 2A i zwyrodnienie barwnikowe siatkówki typu 39) oraz ABCA4 (odpowiedzialny za chorobę Stargardta i dno żółtoplamiste, jak również za fenotypy opisywane jako zwyrodnienie barwnikowe siatkówki lub dystrofia czopkowo-pręcikowa). Na trzecim miejscu wymieniany jest zwykle gen RPGR (powodujący sprzężone z chromosomem X postacie zwyrodnienia barwnikowego siatkówki i dystrofii czopkowo-pręcikowych), a na czwartym gen CEP290 (odpowiedzialny za wrodzoną ślepotę Lebera typu 10 oraz część przypadków zespołów Seniora-Løkena, Joubert i Bardeta-Biedla).

1.5. Leczenie genetycznie uwarunkowanych chorób oczu

Maciej R. Krawczyński

W diagnostyce molekularnej genetycznie uwarunkowanych chorób oczu nastąpił olbrzymi postęp, ale ich skuteczna terapia pozostaje kwestią przyszłości. Do niedawna jedyną możliwością postępowania było leczenie powikłań (np. zaćmy lub torbielowatego obrzęku plamki) oraz stosowanie odpowiedniej suplementacji. W przypadkach chorób dystroficznych siatkówki nadal istotną rolę odgrywają preparaty witaminowe z luteiną, kwasy omega-3 oraz preparaty koenzymu Q, a w przypadku choroby Stargardta i innych fenotypów powodowanych mutacjami genu ABCA4 – unikanie witaminy A i beta-karotenu. W przypadkach dziedzicznych neuropatii nerwów wzrokowych zaleca się z kolei: witaminy z grupy B, koenzym Q oraz substancje neuroprotekcyjne, takie jak cytykolina i kurkuma. Istotne znaczenie ma także unikanie szkodliwych czynników środowiskowych, w tym promieniowania ultrafioletowego i światła niebieskiego (w przypadkach dystrofii siatkówki), oraz palenia tytoniu i nadużywania alkoholu. Tego rodzaju działania, chociaż nie zwalczają choroby, dają szansę na spowolnienie jej przebiegu, dzięki czemu rokowania są lepsze niż w starszych pokoleniach pacjentów. W nielicznych jednostkach chorobowych dostępne jest specyficzne postępowanie przyczynowe (np. stosowanie witaminy B₆ u pacjentów z zanikiem girlandowatym naczyniówki).

Nadzieją dla pacjentów z genetycznymi chorobami oczu pozostaje rozwój nowoczesnych terapii eksperymentalnych, zwłaszcza terapii genowych i terapii komórkowych. Należy przy tym pamiętać, że postęp w tym zakresie dokonuje się w takim tempie, że wszystkie próby przedstawienia aktualnego stanu wiedzy są skazane na niepowodzenie ze względu na dezaktualizację danych od momentu przygotowania tych treści do czasu, w którym docierają one do czytelnika. Informacje zawarte w dalszych częściach rozdziału są zatem raczej próbą przedstawienia pojawiających się tendencji niż opisania szczegółów terapii.

1.5.1. Terapia genowa

Wprowadzenie

Oko jest narządem pod wieloma względami niezwykłym i niejako predysponowanym do leczenia przy użyciu terapii genowej. Przede wszystkim stanowi małą, zamkniętą przestrzeń, co pozwala na stosowanie ograniczonej dawki wektora przenoszącego terapeutyczny gen. Przestrzeń ta jest ponadto oddzielona od reszty ustroju barierą krew–siatkówka, która uniemożliwia przedostawanie się dużych cząsteczek z krążenia do oka i odwrotnie, co zwiększa bezpieczeństwo leczenia i w znacznej mierze zapobiega ogólnoustrojowym działaniom ubocznym. Związane jest to także z „immunologicznym uprzywilejowaniem” oka.

Wektory można podawać różnymi drogami, pozwalającymi w optymalny sposób dotrzeć do odpowiedniego typu komórek. Na przykład iniekcje podsiatkówkowe pozwalają dostarczyć gen do zewnętrznych warstw siatkówki, zwłaszcza komórek nabłonka barwnikowego siatkówki lub fotoreceptorów, a iniekcje doszklistkowe – do warstw wewnętrznych, głównie komórek zwojowych siatkówki.

Ponadto siatkówka oka jest zbudowana wyłącznie z komórek końcowo zróżnicowanych, które utraciły zdolność podziału, co minimalizuje prawdopodobieństwo: niepożądanego wpływu na cykl komórkowy, utraty komórkowej tożsamości, dysplazji tkanek i rozwoju nowotworów, obserwowanych w przypadku prób pozaocznych terapii genowych.

Narząd wzroku dostarcza około 80% wszystkich bodźców docierających do organizmu, co sprawia, że są one bardzo precyzyjnie analizowane przez korę wzrokową, a każde zaburzenie wywołuje charakterystyczne objawy, szczegółowo opisywane przez pacjentów.

Oko jest wreszcie jedynym narządem optycznie przeziernym, pozwalającym na wyjątkowo precyzyjne obrazowanie (optyczna koherentna tomografia, autofluorescencja dna oka), a także obiektem licznych badań czynnościowych (elektroretinografia, elektrookulografia, wzrokowe potencjały wywołane, perymetria i mikroperymetria, adaptometria, anomaloskopia). Wszystko to sprawia, że możliwa jest bardzo dokładna ocena stanu pacjenta i poprawna kwalifikacja do leczenia oraz śledzenie jego efektów.

Dostępne obecnie badania molekularne, oparte na sekwencjonowaniu następnej generacji (NGS), pozwalają na identyfikację przyczyn choroby przez identyfikację patogennych wariantów konkretnych genów przyczynowych. Znane jest również miejsce ekspresji oraz produkt białkowy każdego z genów, a także jego rola fizjologiczna i patofizjologiczna.

W przypadku wielu jednostek chorobowych znane są naturalne (lub sztucznie stworzone) modele zwierzęce – to właśnie badania przeprowadzane na zwierzętach (np. francuskich owczarkach rasy briard w przypadku mutacji genu RPE65 powodującej wrodzoną ślepotę Lebera typu 2) pozwalają na opracowanie skutecznej terapii przed rozpoczęciem badań klinicznych u ludzi.

Wektory

Terapia genowa jest to leczenie polegające na wprowadzaniu do komórek pacjenta obcego DNA lub RNA w celu wywołania w obrębie jego genomu zmian, które będą miały efekty lecznicze. Podstawowym wyzwaniem jest opracowanie skutecznego i bezpiecznego sposobu dostarczania terapeutycznego fragmentu kwasu nukleinowego do komórek pacjenta z wykorzystaniem różnego typu nośników (czyli wektorów). Podejmowane próby obejmowały: elektroforetyczne przenoszenie DNA, a także przenoszenie DNA za pomocą liposomów, plazmidów i różnego typu wirusów. Dotychczas największe sukcesy są związane z tym ostatnimi, a zwłaszcza z wirusami AAV (adeno-associated virus).

Wydaje się, że wirus AAV jest optymalnym wektorem dla większości podejmowanych obecnie prób terapii genowych. Wynika to z jego właściwości, takich jak: stabilność, brak patogenności, niska reaktywność immunologiczna oraz zdolność do infekowania różnych typów komórek oka. W zależności od serotypu (zwykle AAV2), zastosowanego promotora oraz drogi podania wirusy AAV mogą wprowadzać terapeutyczne geny do: komórek nabłonka barwnikowego siatkówki (najskuteczniej), fotoreceptorów, komórek Müllera, komórek zwojowych i komórek dwubiegunowych siatkówki. To właśnie wirus AAV2 jest wektorem używanym w pierwszej zarejestrowanej terapii genowej chorób oczu, stosowanej u pacjentów z wrodzoną ślepotą Lebera typu 2.

Głównym ograniczeniem związanym ze wykorzystywaniem wirusów AAV jest fakt, że mogą one przenosić najwyżej 4,7 kb terapeutycznego DNA. W przypadku większych genów, np. genu ABCA4 (choroba Stargardta) i genu MYO7A (zespół Ushera typu 1B), stosuje się zatem strategię „dual AAV”, w której konstruuje się dwa różne wirusy przenoszące dwa fragmenty dużego genu bądź wykorzystuje się inne typy wirusów – zwłaszcza lentiwirusy EIAV (equine infectious anemia virus), mogące przenosić do 9,7 kb DNA.

Ostatnie badania, prowadzone na myszach, wskazują także na potencjał terapeutyczny wektorów plazmidowych. Plazmidy są pozachromosomowymi, zwykle dwuniciowymi cząsteczkami DNA, zdolnymi do samodzielnej replikacji i transkrypcji. Nieulegające integracji z genomem plazmidy S/MAR są stosowane w badaniach na terapią genową choroideremii i zespołu Ushera typu 2A.

Celowane terapie genowe

Większość opracowywanych obecnie terapii genowych ma za zadanie złagodzenie konsekwencji konkretnych patogennych defektów genowych w organizmie pacjenta. Niektóre z nich są ograniczone do mutacji w obrębie konkretnego genu, konkretnego fragmentu genu lub wręcz konkretnej mutacji. Warunkiem ich powodzenia jest jednak zachowanie części żywych, potencjalnie aktywnych fotoreceptorów, którym można przywrócić utraconą funkcję.

Terapie genowe można prowadzić ex vivo lub in vivo. W pierwszym przypadku od pacjenta pobierane są komórki (zwykle szpiku kostnego), które poza organizmem poddaje się genetycznej modyfikacji, a następnie wprowadza z powrotem do ciała pacjenta. Na takiej zasadzie działa terapia CAR-T, stosowana głównie w leczeniu chorób hematoonkologicznych. W okulistyce zastosowanie znajduje przede wszystkim leczenie in vivo, w którym terapeutyczny gen jest wprowadzany do odpowiednich komórek w oku pacjenta. Możliwe strategie działania, zależne do typu uwarunkowania choroby, obejmują:

• zastąpienie genu (gene replacement) – stosowane w chorobach recesywnych powodowanych przez utratę funkcji obu kopii genu;

• wyciszenie genu (gene silencing) – stosowane głównie w chorobach autosomalnych dominujących powodowanych przez nabycie przez gen nowej, szkodliwej funkcji;

• dodanie genu (gene addition) – stosowane w sytuacji, gdy dodanie nowego genu, produkującego terapeutyczne białko, może spowodować wyleczenie choroby (np. gen przeciwciała anty-VEGF w leczeniu wysiękowego zwyrodnienia plamki związanego z wiekiem [neovascular age-related macular degeneration, nAMD]);

• edytowanie genu (gene edition) – mające na celu naprawianie defektu genu (na ogół autosomalnego dominującego), zwykle z wykorzystaniem metod edycji genomu typu CRISPR-Cas9;

• stosowanie antysensownych oligonukleotydów – które przez wpływ na proces składania RNA (splicing) zmieniają wytwarzany w komórkach mRNA (exon skipping lub exon inclusion).

Obecnie w najbardziej zaawansowanych terapiach genowych stosuje się takie leki, jak:

• woretygen neparwowek (Luxturna) – lek zarejestrowany do leczenia wrodzonej ślepoty Lebera typu 2 i zwyrodnienia barwnikowego siatkówki typu 20 powodowanych przez bialleliczne mutacje genu RPE65;

• lenadogen nolparwowek (Lumevoq) – lek w trakcie rejestracji, przeznaczony do leczenia dziedzicznej neuropatii nerwów wzrokowych Lebera (LHON), powodowanej mutacją m.11778G>A w obrębie genu MT-ND4 mtDNA;

• botaretygen sparoparwowek (Lumeos) – lek o statusie priorytetowego leku sierocego, w trakcie przedrejestracyjnych badań klinicznych III fazy, przeznaczony do leczenia sprzężonego z chromosomem X zwyrodnienia barwnikowego siatkówki typu 3 powodowanego mutacjami genu RPGR;

• sepofarsen (QR-110) – lek w trakcie badań klinicznych III fazy, przeznaczony do leczenia wrodzonej ślepoty Lebera typu 10, spowodowanej mutacją c.2991+1655A>G (p.Cys998Ter) genu CEP290.

Jednocześnie trwają liczne próby kliniczne I i II fazy, wykorzystujące różne serotypy wirusa AAV (zwłaszcza AAV2 i AAV8) w celu opracowania celowanej terapii genowej różnych typów wrodzonej ślepoty Lebera i zwyrodnienia barwnikowego siatkówki, a także choroideremii, zespołu Ushera, achromatopsji oraz młodzieńczego rozwarstwienia siatkówki.

Terapia optogenetyczna

Inną, niezwykłą metodą leczenia, niezależną od genu przyczynowego i typu patogennej mutacji, jest opisana po raz pierwszy w 2021 roku tzw. terapia optogenetyczna. Polega ona na połączeniu dwóch strategii działania:

1) wprowadzenia za pomocą wektora AAV2 genu rodopsyny kanałowej do komórek zwojowych siatkówki drogą iniekcji doszklistkowej;

2) zastosowania elektronicznych gogli przetwarzających naturalny obraz na obraz monochromatyczny (światło o długości fali 595 nm), którym pulsacyjnie miejscowo stymulowana jest siatkówka.

Leczenie takie jest możliwe niezależnie od przyczyny choroby – nawet u osób całkowicie niewidomych, nieposiadających żywych fotoreceptorów. W pierwszej publikacji opisano przypadek 58-letniego niewidomego pacjenta chorującego od 40 lat na zwyrodnienie barwnikowe siatkówki, u którego udało się częściowo przywrócić wzrok. Prowadzone obecnie badania kliniczne dotyczące możliwości stosowania terapii optogenetycznych obejmują pacjentów ze zwyrodnieniem barwnikowym siatkówki, chorobą Stargardta i zanikową (suchą) postacią AMD.

Regeneracja komórek in vivo

Bardzo obiecującym podejściem terapeutycznym, chociaż badanym dotąd tylko na zwierzętach, jest leczenie łączące terapię genową z przywracaniem uszkodzonym komórkom zwojowym siatkówki zdolności do regeneracji.

Metoda ta opiera się na doszklistkowym podaniu wektora AAV2 przenoszącego do komórek zwojowych trzy geny: OCT4, SOX2 i KLF4 wraz z wrażliwym na doksycyklinę promotorem TRE. Geny te, aktywowane w komórkach zwojowych przez podanie doksycykliny, doprowadzają do aktywacji enzymów demetylujących DNA, co powoduje odmłodzenie komórek i odzyskanie przez nie zdolności do regeneracji. U myszy udało się uzyskać ekspresję tych genów w 40% komórek zwojowych, co zaowocowało niespodziewanie dobrymi efektami terapeutycznymi w przypadkach mechanicznego uszkodzenia nerwów wzrokowych (zmiażdżenie lub jaskra zamkniętego kąta) oraz utraty funkcji związanej ze starością. W badaniach in vitro wykazano ponadto, że ta sama metoda prowadzi do regeneracji aksonów ludzkich komórek nerwowych. W najbliższych latach planowane są próby kliniczne u ludzi.

1.5.2. Terapie komórkowe

Budzące nadzieję terapie komórkowe opierają się głównie na wykorzystaniu tzw. komórek macierzystych. Mogą mieć one różne pochodzenie i bardzo różne zdolności do różnicowania się w komórki tkanek i narządów.

Na wstępie należy wyraźnie zaznaczyć, że stosowane w niektórych krajach (w tym w Polsce) tzw. mezenchymalne komórki macierzyste, uzyskiwane z obecnej w pępowinie galarety Whartona lub ze szpiku kostnego, nie mają zdolności do różnicowania się w kierunku komórek siatkówki lub nerwów wzrokowych, a tym samym nie mają żadnego zastosowania w leczeniu genetycznie uwarunkowanych chorób oczu. Nie ma ponadto żadnych przekonujących dowodów na to, że wytwarzane przez te komórki czynniki troficzne i wzrostowe mogą wpływać na własne tkanki pacjenta i sprzyjać ich regeneracji. Ich jedynym potwierdzonym zastosowaniem terapeutycznym jest choroba „przeszczep przeciwko gospodarzowi”.

Dużo większe nadzieje pokłada się w komórkach macierzystych mających zdolność do różnicowania w kierunku dowolnych tkanek. Należą do nich totipotencjalne ludzkie komórki macierzyste pochodzenia zarodkowego (human embryonic stem cells, hESC), których wykorzystywanie budzi jednak olbrzymie wątpliwości etyczne i jest w wielu krajach prawnie zabronione. Według doniesień, 80 dni hodowli i różnicowania pozwala na uzyskanie jednolitej kolonii komórek nabłonka barwnikowego siatkówki (retinal pigment epithelium, RPE).

Kontrowersji nie budzą natomiast tzw. indukowane, pluripotencjalne komórki macierzyste (induced pluripotent stem cells, iPSC). W 2006 roku Takahashi i Yamanaka wykazali, że końcowo zróżnicowane fibroblasty mogą odzyskać młodzieńczy wzór metylacji i stają się komórkami iPSC, które odzyskują zdolność do regeneracji. Młodzieńczy wzór metylacji przywracano przez wprowadzanie do komórek hodowanych in vitro czterech aktywnych genów: OCT4, SOX2, KLF4 i MYC, które aktywowały enzymy demetylujące DNA. Od tego czasu wprowadzono wiele protokołów uzyskiwania, hodowli i różnicowania ludzkich komórek iPSC.

Prowadzone obecnie badania pozwalają nie tylko na wyprowadzenie specyficznych linii komórkowych, np. fotoreceptorów lub komórek RPE, lecz także na tworzenie tzw. organoidów siatkówkowych. Są to trójwymiarowe struktury złożone z różnych typów komórek siatkówki, charakteryzujące się warstwowością przypominającą tę występującą w oku. Nadal problemem jest osiągnięcie odpowiedniej dojrzałości fotoreceptorów oraz ich bezpośredniego kontaktu z komórkami RPE, co pozwoliłoby na uzyskanie zadowalającej wrażliwości na światło.

1.5.3. Elektroniczne implanty siatkówkowe

Elektroniczne implanty (protezy) siatkówkowe zostały zaprojektowane z myślą o zastąpieniu uszkodzonych lub utraconych fotoreceptorów i stymulacji zachowanych komórek zwojowych siatkówki. Były one do tej pory stosowane głównie u pacjentów z zaawansowanymi stadiami chorób dystroficznych siatkówki oraz zwyrodnienia plamki związanego z wiekiem, u których siatkówka wewnętrzna pozostaje praktycznie nieuszkodzona.

Mechanizm pozwalający zastąpić utracone fotoreceptory opiera się albo na bezpośredniej stymulacji elektrycznej, albo na fotodiodach. Bezpośrednia stymulacja elektryczna wymaga zewnętrznego systemu odbioru obrazu (kamery), który jest przekształcany przy użyciu specjalnego algorytmu w sygnał elektryczny wysłany do wewnętrznego systemu elektrod założonych na siatkówce. W przypadku systemów fotowoltaicznych (fotodiod) sygnał elektryczny jest bezpośrednio generowany przez implantowaną sieć mikrofotodiod, do ktorych pobudzenia stosuje się światło widzialne lub (częściej) podczerwone.

Pod względem lokalizacji implanty dzieli się na: nasiatkówkowe, podsiatkówkowe, nadnaczyniówkowe i śródtwardówkowe. Najlepsze efekty uzyskuje się, stosując implanty nasiatkówkowe i podsiatkówkowe. Przykładem implantu nasiatkówkowego (a zatem położonego najbliżej komórek zwojowych) jest założony u ponad 350 pacjentów amerykański implant Argus II (firmy Second Sight Medical Products). Niestety jego produkcja została zawieszona w 2019 roku. Implantami podsiatkówkowymi (a zatem położonymi najbliżej pierwotnej lokalizacji fotoreceptorów) są: złożony z 1600 diod niemiecki implant Alpha-AMS/IMS (firmy Retina Implant AG), który nie doczekał się komercjalizacji, oraz francuski implant PRIMA (firmy Pixium Vision), obecnie w trakcie badań klinicznych. Warto również wspomnieć o implancie australijskim Gen 2 oraz implancie japońskim STS. Obiecujące są wyniki wstępnych badań dotyczących: elastycznego implantu Polyretina, silikonowych implantów fotowoltaicznych, elektrod grafenowych, a nade wszystko implantów organicznych, wykorzystujących do stymulacji neuronów organiczne polimery i barwniki półprzewodnikowe.

Wszystkie dostępne obecnie implanty siatkówkowe zapewniają monochromatyczne, bardzo zawężone widzenie o niskiej rozdzielczości, będące jedynie namiastką prawdziwego widzenia. Dalszy postęp w tym zakresie zależy bezpośrednio od oczekiwanego przełomu technologicznego.

2

Wrodzone wady rozwojowe oczu

2.1. Spektrum małoocze, bezocze, szczelina rozwojowa oka (spektrum MAC)

Anna Wawrocka, Zuzanna Niedziela-Schwartz

Z klinicznego punktu widzenia różnicowanie i rozpoznanie wrodzonych wad rozwojowych oczu, takich jak bezocze, małoocze oraz szczelina błony naczyniowej lub innych struktur oka, na ogół nie budzi wątpliwości. Wady te mogą współwystępować w jednej rodzinie, a nawet u jednego pacjenta, a u ich podłoża leżą mutacje tych samych genów. W związku z tym obecnie uważa się, że stanowią one przebiegającą z różnym nasileniem manifestację tego samego spektrum zaburzeń rozwojowych, określanego mianem spektrum małoocze, bezocze, szczelina rozwojowa oka (microftalmia-anoftalmia-coloboma spectrum, MAC spectrum; spektrum MAC). Wady te mogą występować jako cechy izolowane, jednak w ⅔ przypadków są elementem złożonych wad rozwojowych oczu lub zespołów wad wrodzonych. Ze względu na mnogość fenotypów, jednostek chorobowych i genów przyczynowych klasyfikacja kliniczna i genetyczna tych wad jest skomplikowana.

Rycina 2.1.

Schemat embrionalnego rozwoju gałki ocznej

2.1.1. Małoocze i bezocze

(microphthalmia, anophthalmia, A/M; mikroftalmia, anoftalmia)

ORPHA #2542 (A/M izolowane) lub #98555 (A/M ogółem)
OMIM # wiele różnych (tab. 2.1–2.3)
Geny: SOX2, PAX6, OTX2, CHX10, RAX i wiele innych (tab. 2.1–2.3).

Etiopatogeneza

Małoocze i bezocze są opisywane razem, ponieważ stanowią różnie nasilone warianty kliniczne ciężkich zaburzeń rozwoju gałek ocznych, powodowanych przez te same lub podobne czynniki przyczynowe (schemat embrionalnego rozwoju gałki ocznej przedstawiono na ryc. 2.1). Niekiedy u członków jednej rodziny lub nawet u jednego pacjenta współistnieją obie patologie i trudno jest wskazać przyczynę obserwowanych różnic. Małoocze występuje oczywiście wielokrotnie częściej niż bezocze (ryc. 2.2).

Częstość występowania małoocza/bezocza szacuje się na 1–3 na 10 tysięcy żywych urodzeń, przy czym małoocze stanowi ponad 80% przypadków. Etiologia tych wad jest bardzo złożona i może obejmować zarówno czynniki genetyczne (jednogenowe oraz chromosomowe), jak i środowiskowe, jednak najczęstszą ich przyczyną jest defekt genetyczny. Większość przypadków małoocza i bezocza występuje sporadycznie, ale mogą one być także dziedziczone – w sposób autosomalny recesywny, autosomalny dominujący lub w sprzężeniu z chromosomem X. Do tej pory opisano ponad 30 genów zaangażowanych w patogenezę małoocza i bezocza, jednak niemal u połowy pacjentów nadal nie udaje się zidentyfikować genetycznego podłoża choroby. Główne geny odpowiedzialne za rozwój małoocza i bezocza to: SOX2, OTX2 oraz RAX.

Rycina 2.2.

Znacznego stopnia małoocze lewego oka

Dane kliniczne

Bezocze i małoocze są najcięższymi wadami rozwojowymi oczu. Bezocze prawdziwe jest związane z całkowitym brakiem nerwu wzrokowego i zawiązka gałki ocznej, natomiast w bezoczu rzekomym (zwanym także klinicznym) nerw wzrokowy jest obecny, a w worku spojówkowym znajduje się jedynie zawiązek niewykształconej gałki ocznej. Wady te mogą występować jedno- lub obustronnie. Małoocze stwierdza się, gdy całkowita długość osiowa gałki ocznej jest mniejsza o ponad dwa odchylenia standardowe od średniej dla wieku, czyli gdy u noworodka wynosi poniżej 14 mm, u rocznego niemowlęcia – poniżej 19 mm, a u osób dorosłych – poniżej 21 mm. Małoocze rzadko występuje jako wada izolowana (tzw. małoocze proste, na ogół w stosunkowo łagodnej formie, zwanej nanoftalmią – patrz niżej), a częściej w połączeniu z innymi wadami oczu (tzw. małoocze złożone, zwykle ze szczeliną błony naczyniowej) lub jako element zespołów wad wrodzonych (tzw. małoocze zespołowe) z dodatkowymi wadami pozaocznymi, najczęściej w obrębie układu kostnoszkieletowego, twarzoczaszki, ośrodkowego układu nerwowego (OUN) lub układu pokarmowego (np. zespół Goltza i zespół Lenza).

Małoocze SOX2-zależne

Głównym genem przyczynowym małoocza/bezocza, odpowiedzialnym nawet za 40% przypadków tych wad, jest gen SOX2 położony na chromosomie 3 w regionie 3q26. Koduje on czynnik transkrypcyjny, który ulega ekspresji podczas embrionalnego rozwoju zarodka i współdziała z innymi czynnikami transkrypcyjnymi, odpowiadając za regulację tego procesu. Białko SOX2 jest niezbędne m.in. do proliferacji i różnicowania prekursorów siatkówki. Najczęstsze warianty patogenne identyfikowane w genie SOX2 to: zmiany nonsensowne, zmiany ramki odczytu oraz delecje – zarówno wewnątrzgenowe, jak i większe, obejmujące cały gen. Mutacje genu SOX2 są odpowiedzialne za izolowane, jedno- lub obustronne małoocze i bezocze, a także za formy złożone i małoocze zespołowe typu 3 (MCOPS3). Fenotyp pacjentów z MCOPS3 obejmuje: bezocze/małoocze, hipoplazję nerwów wzrokowych, wady rozwojowe mózgu, atrezję przełyku i hipoplazję przysadki. U pacjentów często stwierdza się: hipogonadyzm hipogonadotropowy, opóźnienie rozwoju i niepełnosprawność intelektualną, opóźnienie wzrastania, hipotonię mięśniową, drgawki oraz inne zaburzenia neurologiczne. Warianty prowadzące do utraty funkcji genu oraz delecje w obrębie genu SOX2 mogą powodować bezocze/małoocze jednostronne lub obustronne bądź z atrezją przełyku. Natomiast u pacjentów z mikrodelecjami obejmującymi gen SOX2 częściej niż u osób z wariantami typu zmiany sensu obserwuje się opóźnienie wzrastania gałek ocznych po urodzeniu, co może być spowodowane usunięciem elementów regulatorowych genu.

Małoocze OTX2-zależne

U 2–8% pacjentów z małooczem/bezoczem identyfikuje się patogenne warianty w genie OTX2, położonym na chromosomie 14 w regionie 14q22. Gen ten koduje czynnik transkrypcyjny, który odgrywa kluczową rolę w rozwoju przodomózgowia i oka, w tym nabłonka barwnikowego siatkówki oraz fotoreceptorów. Identyfikowane w genie warianty patogenne to: delecje, insercje, zmiany nonsensowne i mutacje typu zmiany sensu. W około 40% przypadków mutacje powstają de novo, a w 35% są dziedziczone po zdrowym rodzicu, co wynika z dość częstej w przypadku OTX2 niepełnej penetracji genu. Mutacje genu OTX2 są odpowiedzialne zarówno za formy izolowane małoocza/bezocza, jak i za inne wady oczu, takie jak: dystrofia siatkówki, hipoplazja i aplazja nerwu wzrokowego. Ponadto mogą powodować małoocze/bezocze zespołowe typu 5 (MCOPS5), które dodatkowo obejmuje inne wady oczu (zaćma, dystrofia siatkówki, hipoplazja lub agenezja nerwu wzrokowego), rozszczep podniebienia (u niektórych pacjentów), a także wady OUN z opóźnieniem rozwoju. Rzadko obserwuje się wady narządów płciowych u mężczyzn.

Małoocze RAX-zależne

Mutacje w genie RAX położonym w regionie 18q21 są odpowiedzialne jedynie za 2–3% przypadków małoocza/bezocza. Gen RAX odgrywa kluczową rolę w rozwoju oka i przodomózgowia u kręgowców. Bierze udział w powstawaniu i proliferacji tzw. pola oka. Aktywuje również niekanoniczny szlak WNT, kontrolujący morfogenetyczne ruchy komórek oka. Warianty utraty funkcji identyfikowane w genie RAX obejmują mutacje: zmiany sensu, nonsensowne, zmiany ramki odczytu i splicingowe oraz delecje obejmujące cały gen RAX. Gen RAX jest związany z szeroką gamą zaburzeń rozwojowych oka – od małoocza/bezocza do wad siatkówki. Ponadto niekiedy współistnieją wady rozwojowe OUN i upośledzenie umysłowe. Wszystkie zaburzenia są dziedziczone w sposób autosomalny recesywny.

Postępowanie kliniczne

Diagnoza opiera się zwykle na badaniach klinicznych i obrazowych. Badanie ultrasonograficzne jest stosowane w celu określenia długości osiowej gałki ocznej, natomiast skany uzyskane podczas tomografii komputerowej (TK) i rezonansu magnetycznego (magnetic resonance, MR) ułatwiają diagnozę bezocza.

Diagnostyka molekularna

Ze względu na dużą heterogenność genetyczną w celu identyfikacji podłoża małoocza i bezocza zaleca się wykorzystanie metod sekwencjonowania następnej generacji (next generation sequencing, NGS), takich jak panele diagnostyczne (obejmujące około 70 genów związanych z rozwojem embrionalnym oka) oraz sekwencjonowanie całoeksomowe (whole exome sequencing, WES) lub całogenomowe (whole genome sequencing, WGS). U części pacjentów przyczyną wspomnianych wad mogą być rearanżacje genomowe, np. delecje lub duplikacje obejmujące jeden gen bądź kilka genów. W takich przypadkach można zastosować porównawczą hybrydyzację genomową do mikromacierzy (array comparative genomic hybrydization, arrayCGH, aCGH).

Leczenie

Brak jest skutecznego leczenia bezocza i małoocza, można jednak poprawić komfort życia i wygląd pacjentów. Okulista może zalecić operacyjną korekcję oczodołu lub zastosowanie protezy oka. Niezwykle istotne jest odpowiednio wczesne przeprowadzenie u dzieci leczenia za pomocą implantów, a potem protezy gałki ocznej – tak aby kości twarzoczaszki i tkanki miękkie oczodołu mogły rozwijać się we właściwy sposób.

Tabela 2.1.

Geny związane z etiopatogenezą izolowanego małoocza/bezocza bez szczeliny błony naczyniowej (microphthalmia, isolated, MCOP)

Postać choroby

OMIM #

Locus

Gen

Produkt białkowy

Dziedziczenie

MCOP1

251600

14q32

?

?

AR

MCOP2

610093

14q24

VSX2

Czynnik transkrypcyjny specyficzny dla siatkówki

AR

MCOP3

611038

18q21

RAX

Czynnik transkrypcyjny uczestniczący w rozwoju oka

AR

MCOP4

613094

8q22

GDF6

Białko z rodziny TGF-beta uczestniczące w rozwoju kości i stawów

AD

MCOP5

611040

11q23

MFRP

Bierze udział w rozwoju embrionalnym oka

AR

MCOP6

613517

2q37

PRSS56

Prawdopodobnie bierze udział w rozwoju embrionalnym oka

AR

MCOP7

613704

12p13

GDF3

Białko z rodziny GDF uczestniczące w rozwoju oka i kości

AD

MCOP8

615113

15q26

ALDH1A3

Bierze udział w biosyntezie kwasu retinowego podczas okulogenezy

AR

Własne dane

?

Xp11

PORCN

Acylotransferaza ważna w szlaku Wnt w trakcie rozwoju embrionalnego

XR

AD (autosomal dominant) – dziedziczenie autosomalne dominujące; AR (autosomal recessive) – dziedziczenie autosomalne recesywne; GDF (growth and differentiation factor) – czynnik wzrostu i aktywowania; TGF-beta (transforming growth factor beta) – transformujący czynnik wzrostu beta; XR (X-linked recessive inheritance) – dziedziczenie sprzężone z chromosomem X recesywne.

Tabela 2.2.

Geny związane z etiopatogenezą izolowanego małoocza/bezocza złożonego ze szczeliną błony naczyniowej (colobomatous microphthalmia, MCOPCB)

Postać choroby

OMIM #

Locus

Gen

Produkt białkowy

Dziedziczenie

MCOPCB1

300345

?

?

?

XR

MCOPCB2

605738

15q12-q15

?

?

AD?

MCOPCB3

610092

14q24

VSX2

Czynnik transkrypcyjny specyficzny dla siatkówki

AR

MCOPCB4

251505

?

?

?

AR?

MCOPCB5

611638

7q36

SHH

Odgrywa kluczową rolę we wczesnym rozwoju zarodka

AD

MCOPCB6

613703

8q2

GDF6

Białko z rodziny TGF-beta uczestniczące w rozwoju kości i stawów

AD

12p13

GDF3

Odgrywa rolę w rozwoju oka i szkieletu

AD

MCOPCB7

614497

2q35

ABCB6

Białko mitochondrialne transportujące porfiryny

AD

MCOPCB8

601186

15q24

STRA6

Białko zaangażowane w syntezę retinolu

AR

MCOPCB9

615145

4q35

TENM3

Teneuryna 3, ważna w rozwoju ośrodkowego układu nerwowego

AR

MCOPCB10

616428

10q23

RBP4

Białko wiążące i transportujące retinol w surowicy

AD

AD (autosomal dominant) – dziedziczenie autosomalne dominujące; AR (autosomal recessive) – dziedziczenie autosomalne recesywne; TGF-beta (transforming growth factor beta) – transformujący czynnik wzrostu beta; XR (X-linked recessive inheritance) – dziedziczenie sprzężone z chromosomem X recesywne.

Tabela 2.3.

Geny związane z etiopatogenezą małoocza/bezocza zespołowego (microphthalmia, syndromic, MCOPS)

Postać choroby

OMIM #

Locus

Gen

Produkt białkowy

Dziedziczenie

MCOPS1
(zespół Lenza)

309800

Xq28

NAA10

Brak białka NAA10 jest letalny dla zarodka

XL

MCOPS2
(zespół oczno-twarzowo-sercowy)

300166

Xp11

BCOR

Pełni ważną rolę w rozwoju embrionalnym

XL

MCOPS3
(małoocze z wadami przełyku i narządów płciowych)

206900

3q26

SOX2

Czynnik transkrypcyjny regulujący rozwój embrionalnego zarodka

AD

MCOPS4

Tożsame z MCOPS1

MCOPS5
(małoocze z wczesną dystrofią siatkówki i dysfunkcją przysadki)

610125

14q22

OTX2

Czynnik transkrypcyjny odgrywający istotną rolę w rozwoju przodomózgowia i oka

AD

MCOPS6
(małoocze z zaburzeniami rozwoju mózgu i palców)

607932

14q22

BMP4

Odgrywa istotną rolę w rozwoju embrionalnym

AD

MCOPS7
(małoocze z wadami skóry i rogówki) (MIDAS)

309801

Xp22

HCCS

Białko mitochondrialne, syntaza cytochromu C

XD

MCOPS8
(małoocze z małogłowiem, rozszczepem stóp oraz prognatyzmem)

601349

6q21

?

?

AD?

MCOPS9
(małoocze z cechami dysmorfii twarzy oraz wadami płuc, przepony i serca)

601186

15q24

STRA6

Białko zaangażowane w syntezę retinolu

AR

MCOPS10
(małoocze i zanik mózgu)

611222

?

?

?

AR?

MCOPS11
(małoocze z wadami ośrodkowego układu nerwowego)

614402

10q25

VAX1

Reguluje rozwój ciała i morfogenezę

AR

MCOPS12 (małoocze z hipoplazją płuc, wadą serca i przepukliną przeponową

615524

3p24

RARB

Receptor kwasu retinowego

AD, AR

MCOPS13 (małoocze z niskorosłością i opóźnieniem rozwoju)

300915

Xq28

HMGB3

Kontroluje populację komórek macierzystych

XL

MCOPS14 (małoocze z dysplazją kostną)

615877

4q31

MAB21L2

Białko odgrywające kluczową rolę w rozwoju oka i kości

AD, AR

MCOPS15 (małoocze z opóźnieniem rozwoju)

615145

4q35

TENM3

Teneuryna 3, ważna w rozwoju ośrodkowego układu nerwowego

AR

AD (autosomal dominant) – dziedziczenie autosomalne dominujące; AR (autosomal recessive) – dziedziczenie autosomalne recesywne; MIDAS (microphthalmia, dermal aplasia and sclerocornea) – zespół małoocza, aplazji skóry głowy i szyi, i rogówkotwardówki; XD (X-linked dominant inheritance) – dziedziczenie sprzężone z chromosomem X dominujące; XL (X-linked inheritance) – dziedziczenie sprzężone z chromosomem X.